Ветеринария

17.04.2026

Эффективность рекомбинантной вакцины против гриппа птиц (H5) на основе вируса герпеса индеек в предотвращении передачи гетерологичного высокопатогенного вируса H5N8 клада 2.3.4.4b у коммерческих бройлеров и ремонтного молодняка кур-несушек

Вспышки, вызванные высокопатогенным вирусом гриппа птиц (ВПГП) подтипа H5N8 клада 2.3.4.4, впервые были зарегистрированы в 2014 году в Южной Корее, после чего вирус очень быстро распространился в Азии, затем в Европе и впервые достиг Северной Америки. Эффективность рекомбинантной вакцины на основе вируса герпеса индеек, экспрессирующей H5 (rHVT-H5), в обеспечении клинической защиты, а также в значительном снижении выделения вируса H5N8 при заражении ранее уже была продемонстрирована на СПФ-цыплятах. Целью настоящего исследования было оценить эффективность той же вакцины rHVT-H5 в контроле передачи недавно циркулировавшего в Венгрии высокопатогенного вируса H5N8 у коммерческой птицы. Бройлеры и ремонтный молодняк кур-несушек были вакцинированы в суточном возрасте в соответствии с рекомендациями производителя, после чего подвергнуты заражению венгерским изолятом вируса H5N8 (клад 2.3.4.4b) 2017 года в возрасте 5 и 7 недель соответственно. Оценка клинической защиты, снижения вирусовыделения и передачи вируса вакцинированным контактным птицам проводилась на основании клинических признаков и летальности, выявления и количественного определения вируса в ороназальных и клоакальных мазках (регулярно в период с 1-го по 14-й день после заражения). Измерение сероконверсии к нуклеопротеину вируса гриппа птиц использовалось в качестве индикатора инфицирования и репликации вируса заражения. Полученные результаты продемонстрировали, что вакцинация rHVT-H5 способна предотвращать развитие клинического заболевания и очень эффективно подавлять вирусовыделение, что приводит к отсутствию передачи вируса заражения вакцинированным контактным цыплятам, независимо от типа птицы. Однократная иммунизация исследуемой вакциной rHVT-H5 показала свою эффективность в прекращении передачи высокопатогенного вируса H5N8 (клад 2.3.4.4b) в вакцинированной популяции птицы в экспериментальных условиях.

Введение

В последние годы в Восточной Азии появились несколько реассортантных вариантов высокопатогенных вирусов гриппа птиц (ВПГП) подтипа H5Nx. Эти новые вирусы, преимущественно подтипов H5N1, H5N2, H5N6 и H5N8, относящиеся к кладу 2.3.4.4, очень быстро распространились в Восточной Азии, вызывая вспышки среди птицы в Китае, Южной Корее и Вьетнаме. Вирусы, относящиеся к евразийской линии H5N8 клада 2.3.4.4, также распространились на значительные расстояния, достигнув Европы (2014–2015 и 2016–2017 гг.), а также впервые Североамериканского континента (2014–2015 гг.). Данная линия клада 2.3.4.4, циркулирующая среди популяций дикой птицы, регулярно инфицирует птицу в частных хозяйствах, являясь источником заноса инфекции в промышленное птицеводство, и вызывала повторяющиеся эпидемии в различных регионах мира [1, 2]. В ряде стран вспышки высокопатогенного гриппа птиц контролировались путём быстрой ликвидации инфицированных хозяйств, профилактического уничтожения птицы на соседних фермах, введения ограничений на перемещение, проведения санитарных мероприятий [3], однако применение этих мер может иметь разрушительные экономические последствия. Необходимость разработки эффективных вакцин против ВПГП возникла в неблагополучных странах не только для сохранения птицеводческой отрасли, но и в связи с риском повторного возникновения и персистенции заболевания, а также его потенциальной передачи человеку.

В настоящее время для использования в птицеводстве доступен ряд вакцин против гриппа птиц подтипа H5, включая инактивированные цельновирионные вакцины, живые рекомбинантные вакцины, использующие в качестве векторов вирус оспы птиц, вирус герпеса индеек (ВГИ) или вирус болезни Ньюкасла (ВБН) для экспрессии гемагглютинина выбранного штамма вируса гриппа птиц подтипа H5 [4]. Традиционные вакцины против гриппа птиц являются инактивированными препаратами, полученными либо классическими методами, либо с использованием обратной генетики [5], которые обеспечивают хорошую защиту от клинического заболевания, вызванного высокопатогенными вирусами гриппа птиц, а также значительное снижение вирусовыделения при условии антигенного соответствия вакцинного штамма и штамма заражения [6]. Однако инактивированные вакцины имеют ряд ограничений, включая:

• необходимость частого обновления вакцинных штаммов в соответствии с циркулирующими полевыми вирусами;

• интерференцию материнских антител (МА) с вакцинацией;

• отсутствие возможности серологически различать вакцинированных и инфицированных птиц (DIVA), если только вакцинный штамм не содержит гетерологичную нейраминидазу по отношению ко всем потенциально циркулирующим полевым вирусам в данном регионе/стране;

• неспособность индуцировать выраженный клеточный иммунитет (инактивированные вакцины преимущественно стимулируют гуморальный иммунный ответ).

В связи с указанными недостатками инактивированных вакцин были разработаны вакцины нового поколения с использованием современных технологий, направленных на преодоление этих ограничений [7]. Вирус герпеса индеек (ВГИ) оказался превосходным кандидатом для использования в качестве вектора, поскольку он:

• обеспечивает длительный иммунитет благодаря своей персистенции в организме хозяина;

• обладает высокими показателями безопасности;

• обеспечивает хорошую защиту при введении в инкубатории или in ovo;

• преодолевает влияние материнских антител;

• может применяться в валидированных комбинациях с некоторыми другими вакцинами против болезни Марека различных серотипов (например, [8, 9]);

• потенциально позволяет реализовать стратегию DIVA [10].

Попытки использования ВГИ в качестве векторной вакцины начались в начале 1990-х годов [11, 12], однако только в последние годы данный подход получил широкое распространение при разработке рекомбинантных вакцин против ряда вирусных заболеваний птицы, включая вакцины, экспрессирующие белки вируса гриппа птиц для защиты от высокопатогенных штаммов [13–16]. Одна из таких кандидатных вакцин rHVT-AI уже получила регистрационное разрешение в ряде стран и продемонстрировала обнадеживающие результаты у птицы в нескольких исследованиях [17], включая эффективность против изолятов H5Nx клада 2.3.4.4 [18–20]. Однако для оценки потенциального эффекта мер контроля, таких как вакцинация, крайне важно понимать динамику передачи вируса гриппа птиц как в восприимчивых, так и в вакцинированных популяциях. Способность вакцины контролировать распространение инфекции на уровне популяции должна являться важной частью исследований при оценке её эффективности в борьбе с инфекционными заболеваниями. В связи с этим целью настоящего исследования было не только оценить эффективность коммерческой живой рекомбинантной вакцины на основе ВГИ против современного вируса H5N8 клада 2.3.4.4b у коммерческих бройлеров и несушек, но также изучить и количественно оценить влияние вакцинации на передачу вируса.

1. Материалы и методы

1.1. Вакцина

В данном исследовании использовалась коммерческая живая рекомбинантная вакцина против гриппа птиц на основе вектора вируса герпеса индеек (ВГИ) — Vectormune^® AI (Ceva Biomune, Ленекса, Канзас, США), экспрессирующая ген гемагглютинина H5 (rHVT-H5), происходящий от высокопатогенного вируса гриппа птиц H5N1 клада 2.2. Донором гена гемагглютинина для вакцины являлся штамм A/mute swan/Hungary/4999/2006, для которого сайт расщепления был модифицирован до низкопатогенного варианта. Вакцина (номер серии: 395-054) разводилась соответствующим растворителем (Ceva Biomune, Ленекса, Канзас, США) до концентрации, содержащей одну дозу в объёме 200 мкл.

1.2. Вирус заражения

В исследовании использовался вирус A/goose/Hungary/1030/2017 (H5N8), относящийся к высокопатогенному гриппу птиц (HPAIV), кладу 2.3.4.4b, выделенный во время эпидемии ВПГП в Венгрии в 2016–2017 гг. Вирус был получен из коллекции Национального управления безопасности пищевой цепи (Будапешт, Венгрия). Размножение и титрование вируса проводились в СПФ-эмбрионах кур в соответствии со стандартными методиками [21]. Титр вируса рассчитывался с использованием метода Спирмена–Кэрбера [22].

1.3. Антигенное родство вируса заражения и вакцины

1.3.1. Сравнение аминокислотной последовательности гемагглютинина

Аминокислотные последовательности гемагглютинина (ГА) вируса заражения (регистрационный номер EPI954663 в базе данных GISAID EpiFlu) и вставки вакцины rHVT-H5 (регистрационный номер KP969039 в базе GenBank) были выровнены, и проведено попарное сравнение с использованием программы CLC Main Workbench 7.9.1. Предсказанные эпитопы H5 были аннотированы на основании ранее идентифицированных эпитопов с использованием поликлональных кроличьих антисывороток при сканировании эпитопов ГА-белка H5, экспрессированного в системе бакуловируса [23]. Дополнительно были проанализированы участки, ассоциированные с антигенностью [24, 25], предсказанные эпитопы, связывающиеся с молекулами главного комплекса гистосовместимости (MHC) [25, 26], распознаваемый MHC I/II [27]. Все указанные участки сравнивались между вакциной и вирусом заражения.

1.3.2. Реакция торможения гемагглютинации (РЗГА)

Антигенное родство между вакциной и вирусом заражения определяли путём измерения титров в реакции торможения гемагглютинации (РЗГА) с использованием антисывороток, полученных против вакцинного вируса. В тесте применялись два типа антигенов гомологичный вакцине, гомологичный вирусу заражения (см. раздел «Серология»). Антисыворотки были получены через 6 недель после вакцинации суточных СПФ-цыплят вакциной rHVT-H5.

1.4. Дизайн эксперимента

Цыплята бройлеров (кросс Росс 308) и ремонтный молодняк кур-несушек (кросс Тетра-СЛ), использованные в двух экспериментах по передаче инфекции, описанных в данной работе, были получены из коммерческих источников в Венгрии (инкубатории Herbro Kft, Hernád и Tetra Kft, Bábolna соответственно). Для подтверждения отсутствия материнских антител к вирусу гриппа птиц у цыплят в суточном возрасте отбирали сыворотку крови у 10 особей каждого типа птицы. Анализ проводился с целью подтверждения серонегативности по антителам к нуклеопротеину вируса гриппа A. В период после вакцинации и до заражения птица содержалась в помещениях уровня биобезопасности BSL-2.

Схема двух экспериментов по передаче инфекции

Бройлеры

Группа 1 — вакцинация rHVT-H5 в суточном возрасте, подкожно:

• вакцинированные, заражённые — прямое заражение в 5 недель (G1-VCh);

• вакцинированные, контактные — контакт через 8 часов (G1-VC).

Группа 2 — без вакцинации:

• восприимчивые, заражённые — прямое заражение в 5 недель (G2-SCh);

• восприимчивые, контактные — контакт через 8 часов (G2-SC).

Несушки

Группа 3 — вакцинация rHVT-H5 в суточном возрасте, подкожно:

• вакцинированные, заражённые — прямое заражение в 7 недель (G3-VCh);

• вакцинированные, контактные — контакт через 8 часов (G3-VC).

Группа 4 — без вакцинации:

• восприимчивые, заражённые — прямое заражение в 7 недель (G4-SCh);

• восприимчивые, контактные — контакт через 8 часов (G4-SC).

Перед заражением цыплята содержались в помещениях для животных уровня биобезопасности BSL-2, после чего были переведены в помещения уровня BSL-3 для проведения заражения (плотность посадки — 3 головы/м²). В обоих случаях птица содержалась на глубокой подстилке, вода подавалась через ниппельные поилки или поильные башни, которые ежедневно контролировались и заменялись. Корм предоставлялся вволю (ad libitum). Все животные содержались раздельно по группам (то есть по одной группе в каждом помещении) в изолированных помещениях для животных на базе Бар, Венгрия. Исследование проводилось в соответствии с требованиями Директивы 2010/63/ЕС, Закона Венгрии № XXVIII/1998 и Постановления Правительства Венгрии № 40/2013 (II.14), а также с разрешения компетентного органа по защите животных и этике (номер разрешения: BAI/35/56-92/2017). Гуманные конечные точки не применялись, поскольку целью исследования было измерение скорости передачи вируса высокопатогенного гриппа птиц, а преждевременное удаление больных птиц с высоким уровнем вирусовыделения могло бы исказить результаты. Как правило, птица погибала после короткой клинической фазы:

• у 22% птиц клинические признаки отсутствовали за день до гибели;

• у 45% клинические признаки наблюдались менее 24 часов;

• у 26% — менее 48 часов;

• у 7% — менее 72 часов.

В конце периода наблюдения после заражения все выжившие птицы подвергались эвтаназии путём введения натрия пентобарбитала (5 г/мл).

1.4.1. Эксперимент №1 по передаче инфекции, бройлеры

Были использованы две группы (группы 1 и 2) бройлерных цыплят (см. схему). Каждая группа состояла из 40 суточных цыплят. 40 цыплят группы 1 были вакцинированы (обозначение G1-V — вакцинированные); цыплята группы 2 оставались невакцинированными (обозначение G2-S — восприимчивые).

Все цыплята группы 1 были вакцинированы коммерческой дозой вакцины rHVT-H5 подкожно (пк) в область затылка с использованием иглы 19G×1″ в суточном возрасте. Обе группы содержались раздельно и ежедневно осматривались. На 31-й день после вакцинации у всех животных были отобраны образцы крови для серологических исследований. Сыворотка отделялась от сгустков крови центрифугированием, затем инактивировалась при 56 °C в течение 30 минут и хранилась при −20 °C. На 36-й день после вакцинации 20 цыплят из вакцинированной группы (G1-VCh — вакцинированные, подвергнутые прямому заражению) и 20 цыплят из невакцинированной группы (G2-SCh — восприимчивые, подвергнутые прямому заражению) были переведены в отдельные помещения уровня BSL-3 и заражены путём интраназального введения 10⁶ ELD50/0,2 мл вируса H5N8. Через 8 часов после заражения оставшиеся 20 животных каждой группы были добавлены в качестве контактных птиц (обозначения: G1-VC — вакцинированные контактные, G2-SC — восприимчивые контактные). За птицей наблюдали в течение 14 дней после заражения, при этом дважды в день проводился осмотр на наличие клинических признаков и учет смертности. Ороназальные мазки (из хоанальной щели) и клоакальные мазки с использованием тампонов Copan FLOQSwabs™ (ref 552C, Copan Diagnostics Inc., Калифорния, США) отбирались ежедневно с 1-го по 7-й день после заражения, а также на 10-й день. У павших птиц также отбирались ороназальные и клоакальные мазки. В случаях, когда диагноз высокопатогенного гриппа птиц не был однозначен на основании клинических признаков и патологоанатомических изменений, отбирались образцы органов (головной мозг, сердце, почки и селезёнка) для проведения qRRT-PCR. Птицы, у которых причина гибели не была подтверждена как связанная с заражением, исключались из анализа клинической защиты. В конце эксперимента (на 14-й день после заражения, в возрасте 50 дней) у всех выживших птиц были отобраны ороназальные и клоакальные мазки, а также 5 мл крови, после чего птица подвергалась эвтаназии.

1.4.2. Эксперимент №2 по передаче инфекции, несушки

В данном эксперименте использовались две группы (группы 3 и 4), каждая по 40 суточных цыплят кур-несушек (см. схему). Цыплята группы 3 были вакцинированы (G3-V); цыплята группы 4 оставались невакцинированными (G4-S — восприимчивые).

Вакцинация проводилась по той же схеме, что и в эксперименте с бройлерами. Птица содержалась в двух помещениях и обслуживалась аналогично предыдущему эксперименту. Отбор крови проводился на 21, 28, 35 и 45 дни после вакцинации.

На 50-й день после вакцинации 20 птиц из вакцинированной группы (G3-VCh — вакцинированные, подвергнутые прямому заражению) и 20 птиц из невакцинированной группы (G4-SCh — восприимчивые, подвергнутые прямому заражению) были переведены в помещения уровня BSL-3 и заражены по той же схеме, что и в первом эксперименте. Протоколы эвтаназии оставались такими же, как описано в первом эксперименте по передаче инфекции. Эксперимент завершался на 14-й день после заражения, что соответствовало возрасту птицы 9 недель.

1.5. Выявление вакцины rHVT-H5 в пульпе пера

Для оценки приживления вакцины rHVT-H5 (репликации вакцинного вируса в организме птицы) образцы пульпы пера отбирались у пяти птиц из каждой вакцинированной группы в возрасте трёх недель; у 5 вакцинированных бройлеров и 10 вакцинированных несушек в возрасте четырёх недель. Аналогичным образом были отобраны образцы у пяти невакцинированных животных. Кончики перьев с достаточным количеством пульпы гомогенизировали в 1 мл фосфатно-солевого буфера с использованием Tissue Lyser II (Qiagen, Хильден, Германия). После центрифугирования при 1500×g при 4 °C в течение 10 минут супернатант обрабатывался, как описано ранее [28].

1.6. Серология

Для определения уровня антител, индуцированных вакцинацией, а также для оценки серологического родства между вакцинным вирусом и вирусом заражения использовался тест задержки гемагглютинации (РЗГА), выполненный в соответствии со стандартной процедурой МЭБ. Использовались два антигена: антиген, близкий к вставке вакцины и рассматриваемый как гомологичный вакцине (антиген, полученный методом обратной генетики, содержащий ГА от вируса клада 2.2.1:

Rg-A/duck/Egypt/M2583/10 (dH5N1)-A/PR/8/34/(R) (6+2) [29]); антиген, приготовленный из вируса заражения H5N8, размноженного в СПФ-эмбрионах кур по стандартной методике [21] и затем инактивированного (Veterinary Diagnostic Directorate, National Food Chain Safety Office, Будапешт, Венгрия). Антисыворотка против вакцины rHVT-H5, полученная у СПФ-цыплят, а также сыворотки, отобранные в обоих экспериментах до заражения, исследовались с использованием 4 гемагглютинирующих единиц (ГАЕ) как для антигена, гомологичного вакцине, так и для антигена, гомологичного вирусу заражения, с целью оценки перекрёстной реактивности антител, индуцированных вакцинацией. Титры РЗГА выражались в логарифмах по основанию 2 (log₂), при этом значение 3 log₂ считалось минимальным положительным титром. Образцы сыворотки с титром РЗГА ниже 1 : 2 учитывались как 0 log₂ при расчёте среднего титра. Титры log₂, полученные с использованием двух различных антигенов для одних и тех же образцов сыворотки, сравнивались с использованием парного t-критерия при уровне значимости 95%. Для серологического анализа также использовался набор ID Screen^® Influenza A Nucleoprotein Indirect ИФА (IDVet, Франция; код FLUNPS) для специфического выявления антител к нуклеопротеину вируса гриппа A, в соответствии с инструкцией производителя. ИФА применялся только для: образцов сыворотки, отобранных в суточном возрасте (для подтверждения отсутствия материнских антител к вирусу гриппа птиц); образцов сыворотки, отобранных по завершении экспериментов (14-й день после заражения), для определения, вызвало ли заражение инфицирование и индукцию антител к нуклеопротеину (НП) вируса гриппа птиц (DIVA).

1.7. Количественное определение РНК вируса заражения в ороназальных и клоакальных мазках

Для определения количества копий РНК вируса в сухих мазках, отобранных в ходе экспериментов по передаче инфекции, использовалась количественная ПЦР в реальном времени с обратной транскрипцией (qRRT-PCR). После элюирования мазков в 2 мл PBS 200 мкл супернатанта подвергали экстракции РНК с использованием набора MagNA Pure LC DNA и изолирующий набор с вирусной нейроминидазой с небольшим количеством нуклеиновой кислоты на автоматической системе MagNA Pure LC (Roche Diagnostics, Индианаполис, США) в соответствии с инструкцией производителя. Выделенная РНК элюировалась в 100 мкл буфера. Реакции qRT-PCR проводились в соответствии с диагностическим руководством ЕС (2006) с использованием протокола, разработанного и валидированного в Европейской референс-лаборатории по гриппу птиц и болезни Ньюкасла (AHVLA, Уэйбридж, Великобритания), с применением универсальных праймеров и зонда для гена матриксного белка (M-гена) вируса гриппа A и набора для одностадийной RT-PCR (Qiagen, Германия), как описано Spackman et al. [30]. Все ороназальные и клоакальные мазки, дававшие специфический сигнал, считались положительными независимо от значения Ct. Калибровочная кривая строилась с использованием РНК вируса, выделенной из серийных разведений титрованной вирусной суспензии, а вирусная нагрузка выражалась в ELD50/мл путём экстраполяции значений Ct исследуемых образцов на данную кривую. Минимальный предел обнаружения для мазков составлял 10²·¹ ELD50/мл. Все отрицательные образцы учитывались при расчёте среднего значения с условным значением 10¹·⁵ ELD50/мл.

1.8. Статистический анализ передачи вируса (расчёт коэффициента воспроизводства R)

Для оценки передачи вируса птица считалась инфекционной на определённую дату отбора проб, если хотя бы один из её мазков (ороназальный или клоакальный) был положительным. Скорость передачи вируса оценивалась с использованием стохастической модели ВИВ (восприимчивые–инфицированные–выздоровевшие) с применением обобщённых линейных моделей (ОЛМ).

Модель формулировалась следующим образом.

2. Результаты

2.1. Антигенное родство между вирусом заражения и вакциной

2.1.1. Сравнение аминокислотной последовательности вставки вакцины rHVT-H5 и гена HA вируса заражения

Аминокислотная идентичность составила 92%, что соответствует 45 аминокислотным различиям между последовательностями, включая одну делецию аминокислоты в области, прилегающей к сайту расщепления, а именно:

337PQGERRRKKR/G347 — для вставки вакцины rHVT-H5;

337PLREKRRKR/G347 — для штамма вируса заражения.

Несколько предсказанных эпитопов или антигенных участков были изменены вследствие аминокислотных замен в вирусе заражения по сравнению с последовательностью вставки вакцины rHVT-H5. Haghighi и соавт. идентифицировали пептид, распознаваемый молекулами MHCI/II, в гемагглютинине вируса A/turkey/Ireland/1378/83 (H5N8), который способен стимулировать как CD4+, так и CD8+ лимфоциты [27]. Данный пептидный мотив (H5 246–260) присутствует как в вакцине, так и в вирусе заражения и отличается лишь одной аминокислотой: аспарагин (N) в вакцине, гистидин (H) в вирусе заражения в позиции 256.

2.1.2. Перекрёстный тест задержки гемагглютинации (РЗГА)

Исследование антисывороток, полученных против вакцины rHVT-H5 у СПФ-цыплят, показало:

5,4±0,6 log₂ РЗГА (среднее значение и стандартное отклонение) при использовании антигена, гомологичного вакцине;

0,3±1,0 log₂ РЗГА при использовании антигена вируса заражения.

Это свидетельствует о выраженной антигенной дистанции между вакциной и вирусом заражения.

2.2. Исследование сывороток суточных цыплят на наличие материнских антител к вирусу гриппа птиц

Для подтверждения отсутствия антител к вирусу гриппа птиц у исследуемых цыплят использовался метод ИФА, направленный на выявление антител к нуклеопротеину вируса гриппа A. Образцы крови, отобранные у бройлеров и несушек в суточном возрасте, показали отрицательные результаты по антителам к вирусу гриппа птиц.

2.3. Приживление вакцины и гуморальный иммунный ответ у бройлеров и несушек без материнских антител

Вакцинный вирус был обнаружен в пульпе пера у всех вакцинированных птиц в возрасте трёх недель, тогда как в возрасте четырёх недель уровень выявляемости составил 80% (4 из 5 положительных у бройлеров и 8 из 10 — у несушек). Гуморальный иммунный ответ на вакцинацию rHVT-H5 оценивался с помощью РЗГА-теста с использованием антигенов: гомологичных вакцине, гомологичных вирусу заражения. Все птицы, как в эксперименте с бройлерами, так и с несушками, начиная с 4-недельного возраста, демонстрировали положительный результат в РЗГА-тесте при использовании антигена, гомологичного вакцине. В то же время средние групповые значения РЗГА-титров, измеренные с использованием антигена вируса заражения, оставались ниже порога положительности и были достоверно ниже по сравнению с титрами, полученными при использовании вакцинного антигена (p≤0,001). Невакцинированные животные оставались серонегативными на протяжении всего периода наблюдения до заражения (все образцы сыворотки имели РЗГА-титр ниже 1 : 2).

2.4. Эксперимент № 1 по передаче инфекции. Бройлеры

2.4.1. Клинические признаки и смертность

Вирус H5N8, использованный для заражения, в соответствии с его высокопатогенной природой, оказался летальным для невакцинированных бройлеров. После заражения все животные как в группе прямого заражения, так и в контактной группе (G2-SCh и G2-SC) демонстрировали клинические признаки, характерные для высокопатогенного гриппа птиц, после чего наблюдалась 100% смертность как в группе прямого заражения, так и в контактной группе. Наиболее выраженными клиническими признаками у невакцинированных заражённых бройлеров были вялость, анорексия, прострация и неврологические симптомы. В отличие от этого, 90% вакцинированных цыплят были защищены от заражения высокопатогенным вирусом гриппа птиц, и ни одна из вакцинированных контактных птиц не погибла и не проявляла клинических признаков инфекции в течение периода наблюдения после заражения. К сожалению, две вакцинированные контактные птицы погибли в результате случайной травмы (образцы органов и мазков, отобранные у них, дали отрицательный результат при исследовании методом qRRT-PCR).

2.4.2. Вирусовыделение и передача инфекции

В невакцинированной группе все птицы — как с прямым заражением, так и контактные животные — выделяли высокие количества вируса заражения через ороназальный путь. После заражения у непосредственно инфицированных птиц наблюдалось быстрое увеличение вирусной нагрузки, тогда как у контактных цыплят аналогичное, но несколько более медленное увеличение вирусовыделения отмечалось через 3–4 дня. Быстрое увеличение и высокий уровень вирусной нагрузки также регистрировались в клоакальных мазках у невакцинированных птиц с прямым заражением, после чего через несколько дней аналогичные уровни вирусовыделения достигались и у контактных птиц. Большинство вакцинированных птиц, подвергнутых прямому заражению, были отрицательными по результатам qRRT-PCR в ороназальных мазках. Вирусовыделение обнаруживалось на низком уровне примерно у 10% птиц, преимущественно в течение первых 5 дней после заражения. У одного животного был выявлен положительный результат qRRT-PCR на вирус заражения в ороназальном мазке с низкой вирусной нагрузкой на 10-й день после заражения. В течение всего периода наблюдения у вакцинированных контактных цыплят (G1-VC) вирусовыделение не регистрировалось. Вирус заражения не обнаруживался в клоакальных мазках вакцинированных цыплят, за исключением одной птицы, у которой наблюдался умеренный уровень вирусовыделения на 6-й день после заражения. Все вакцинированные контактные цыплята имели отрицательные результаты клоакальных мазков на протяжении всего периода наблюдения.

2.5. Эксперимент № 2 по передаче инфекции. Несушки

2.5.1. Клинические признаки и смертность

Все невакцинированные птицы, подвергнутые прямому заражению (обозначение G4-SCh), погибли к 7-му дню после заражения. Распространение вируса заражения у кур-несушек происходило медленнее, чем у бройлеров; заболеваемость среди невакцинированных контактных птиц (обозначение G4-SC) начиналась на пять дней позже по сравнению с птицами, подвергнутыми прямому заражению.

Задержка инфицирования контактных птиц привела к более низкой заболеваемости и смертности (40%) по сравнению с птицами, подвергнутыми прямому заражению, к концу периода наблюдения после заражения. В течение периода наблюдения после заражения не было зарегистрировано ни смертности, ни клинических признаков, характерных для инфекции высокопатогенного гриппа птиц, ни в группе вакцинированных птиц с прямым заражением (G3-VCh), ни среди вакцинированных контактных птиц (G3-VC).

2.5.2. Вирусовыделение и передача инфекции

Ороназальное вирусовыделение у невакцинированных птиц, подвергнутых прямому заражению, было высоким уже с первого дня после заражения и оставалось высоким до момента их гибели. Вирусовыделение у контактных птиц начиналось на 4-й день после заражения у 5% птиц, увеличиваясь до 35% уже на следующий день, при этом 60% птиц дожили до конца периода наблюдения без выявления вируса в ороназальных мазках. Вирусная нагрузка в образцах, полученных от инфицированных контактных птиц, была сопоставима с таковой у птиц, подвергнутых прямому заражению. Клоакальное вирусовыделение у невакцинированных птиц, подвергнутых прямому заражению, начиналось уже на 1-й день после заражения у 15% птиц, быстро увеличивалось и сохранялось до гибели последней птицы. При этом уровень вирусной нагрузки в клоакальных мазках был ниже по сравнению с ороназальными мазками. Отмечалась задержка распространения вируса заражения среди контактных птиц, при этом доля птиц с обнаруживаемым вирусовыделением в любой момент времени в течение 14 дней наблюдения достигала лишь 40%. Ороназальное вирусовыделение у вакцинированных птиц, подвергнутых прямому заражению, выявлялось лишь у небольшой доли птиц (15%) и только в течение первых 5 дней после заражения, тогда как у вакцинированных контактных птиц вирус в ороназальных мазках не обнаруживался. Клоакальное вирусовыделение вируса заражения у вакцинированных птиц, подвергнутых прямому заражению, практически полностью отсутствовало на протяжении всего периода наблюдения; лишь у одной птицы был зарегистрирован умеренный уровень вирусной нагрузки в клоакальном мазке на 6-й день после заражения. Вакцинированные контактные птицы не выделяли обнаруживаемый вирус через клоаку.

2.6. Коэффициент воспроизводства (R)

Оценка коэффициента воспроизводства для невакцинированных бройлеров составила 1,84 (95% доверительный интервал: 1,11–3,06), что значительно превышает 1. Это означает, что вирус легко распространяется в невакцинированной популяции бройлеров. Оценка R для невакцинированных несушек составила 0,69 (0,33–1,44). Поскольку доверительный интервал включает значение 1, нельзя однозначно утверждать, что R<1 или R>1. У вакцинированных контактных птиц распространение вируса заражения не наблюдалось; таким образом, значение R для вакцинированных групп составило 0,00, независимо от типа птицы (бройлеры или несушки).

2.7. Гуморальный иммунный ответ на заражение

Лишь небольшая доля вакцинированных птиц, подвергнутых прямому заражению, продемонстрировала выработку антител к нуклеопротеину вируса гриппа птиц как в эксперименте с бройлерами, так и с несушками (5 из 18 у бройлеров и 6 из 20 у несушек), тогда как контактные птицы оставались отрицательными по антителам к NP. В эксперименте с несушками выжившие невакцинированные контактные птицы также не имели обнаруживаемых антител к нуклеопротеину вируса гриппа птиц, что указывает на отсутствие передачи вируса в течение периода наблюдения.

3. Обсуждение

В птицеводстве вакцинация против высокопатогенного гриппа птиц применяется нечасто; однако ряд стран (включая Китай, Гонконг, Вьетнам, Индонезию, Бангладеш, Южную Корею, Пакистан и Египет) использовали или продолжают использовать вакцинацию в борьбе с гриппом птиц H5N1. Основное возражение против вакцинации заключается в том, что, хотя она обеспечивает клиническую защиту, она, по-видимому, недостаточно эффективна для предотвращения инфицирования и контроля передачи вируса; вследствие этого новые инфекции могут возникать постоянно и оставаться незамеченными [31]. Мы использовали эксперименты по передаче инфекции для изучения влияния иммунитета, индуцированного вакциной rHVT-H5, на динамику передачи высокопатогенного вируса гриппа птиц H5N8 как у коммерческих бройлеров, так и у кур-несушек при отсутствии материнских антител к вирусу гриппа птиц. В невакцинированных группах все птицы, подвергнутые прямому заражению, инфицировались и погибли, что соответствует высокопатогенному характеру используемого вируса. Смертность среди контактных птиц в группе невакцинированных бройлеров также была высокой (100%), что указывает на высокую скорость передачи инфекции среди невакцинированных особей. Интересно, что среди невакцинированных несушек только 40% контактных птиц погибли, а 45% инфицировались, что свидетельствует о менее эффективной передаче вируса к контактным птицам и между ними. Более эффективное распространение вируса среди бройлеров отражается более высоким значением коэффициента воспроизводства (R=1,84) по сравнению с несушками (R=0,69). Высокий уровень клинической защиты (90% у бройлеров и 100% у несушек), а также крайне ограниченное вирусовыделение с последующей частичной сероконверсией после заражения наблюдались у вакцинированных птиц, подвергнутых прямому заражению, тогда как вакцинированные контактные птицы оказались полностью защищёнными от инфекции (R=0,00). Эти результаты показали, что данные о заболеваемости и смертности, а также количественная оценка вирусовыделения у непосредственно инфицированных птиц, являющиеся стандартными методами оценки эффективности вакцин, не обязательно отражают их влияние на передачу инфекции. Следовательно, необходимы соответствующие эксперименты по передаче инфекции, позволяющие оценить различия в инфекционности вирусных штаммов для различных видов и кроссов птицы, а также определить, способна ли вакцина не только защищать животных от заболевания и гибели, но и эффективно предотвращать передачу инфекции. Другие исследовательские группы, изучавшие эффективность вакцины rHVT-H5 против вирусов H5Nx клада 2.3.4.4 из Европы и США, также получили высокие уровни перекрёстной защиты (то есть 90% и выше [18, 20]), за исключением одного исследования, выполненного с двумя изолятами из США 2014 года, где уровень защиты составил лишь 60% [19]. Однако в этом исследовании [19] РЗГА-тест до заражения у вакцинированных СПФ-цыплят с использованием антигена, гомологичного вакцине, показал лишь 70% сероконверсии (7 из 10 птиц) с диапазоном титров от 5 до 7 log₂, тогда как остальные три птицы были полностью отрицательными (1 log₂) через 4 недели после вакцинации. В других опубликованных исследованиях с использованием той же вакцины rHVT-H5 у СПФ-цыплят или бройлеров без материнских антител к вирусу гриппа птиц наблюдалась более равномерная сероконверсия через 4 недели после вакцинации, при этом отрицательные результаты встречались редко или отсутствовали [16, 18, 20]. Это может указывать на то, что птицы, у которых не наблюдалось сероконверсии, могли не получить вакцину; поэтому настоятельно рекомендуется контролировать эффективность вакцинации в полевых условиях путём оценки «приживления вакцины» посредством выявления вакцинного вируса методом ПЦР в пульпе пера у случайно отобранных птиц в возрасте от 2 до 5 недель. Существует общее представление, что чем выше антигенное сходство между вакцинным и полевым штаммом, тем выше ожидаемая эффективность вакцины. Неудачи вакцинации в предотвращении инфицирования и передачи высокопатогенных вирусов гриппа птиц в полевых условиях обычно связывают с антигенной дистанцией между инактивированной вакциной и циркулирующими полевыми штаммами, что требует постоянного обновления вакцинных штаммов [32–34]. Однако результаты настоящего исследования, а также ранее опубликованные данные [17, 35], показывают, что вакцина rHVT-H5 способна формировать эффективный иммунитет против антигенно удалённых вирусов. Наши результаты согласуются с выводами других авторов о том, что достаточный уровень иммунного ответа организма хозяина, индуцированный вакцинацией, может компенсировать антигенные различия между вакцинным и полевым штаммами [36–40]. Иммунитет к вирусу гриппа птиц в значительной степени основан на наличии антител к поверхностным белкам (Н и ГА), при этом антитела к гемагглютинину имеют наибольшее значение [41]; именно поэтому этот белок экспрессируется в большинстве рекомбинантных вакцин. Хотя гуморальный иммунитет против HA выражен, его защитная эффективность в значительной степени зависит от различий между вакцинным штаммом и вирусом заражения [6, 35].

В птицеводстве широко применяются инактивированные вакцины, вводимые парентерально. В этом случае гуморальный иммунный ответ к другим перекрёстно реагирующим белкам (например, трансмембранному белку M2) выражен слабо и не способен компенсировать влияние антигенных различий в ГА [41]. Иммунологические механизмы перекрёстной защиты при гетерологичных инфекциях гриппа преимущественно изучались у мышей и человека; у кур данные ограничены. Исследования показали, что защита может формироваться при отсутствии или при очень низком уровне сывороточных РЗГА-антител к вирусу заражения [18, 42], что указывает на ключевую роль клеточного иммунитета (КИ) в перекрёстной защите против антигенно изменённых штаммов [42–45]. Большинство исследований КИ сосредоточено на консервативных эпитопах внутренних белков (например, NP и M), однако было показано, что Т-клеточный ответ может формироваться и против HA после вакцинации или инфекции [46–48]. У кур был идентифицирован Т-клеточный эпитоп в молекуле ГА вируса H5 [27], распознаваемый как CD4+, так и CD8+ клетками. Этот участок отличается лишь одной аминокислотой между вакцинным и вирусом заражения, в отличие от других эпитопов, где различия более выражены. Элиминация вируса гриппа из лёгких вакцинированных мышей сопровождалась значительной инфильтрацией CD4+ и CD8+ клеток после гетерологичного заражения [42]. CD8+ эффекторные Т-клетки уничтожают инфицированные клетки за счёт цитотоксической активности, тогда как CD4+ клетки играют более разнообразную роль, участвуя в созревании CD8+ Т-клеток, В-клеток и формировании цитотоксического ответа [49]. Резидентные CD4+ клетки памяти в лёгких обеспечивают высокий уровень защиты и характеризуются длительным существованием и способностью быстро и эффективно реагировать при повторном заражении [50]. В то же время Seo и соавт. показали, что наличие CD8+ клеток памяти, экспрессирующих γ-интерферон, является ключевым фактором перекрёстной защиты у кур [51]. В-клетки и растворимые факторы, продуцируемые ими, также участвуют в функционировании эффекторных CD8+ Т-клеток [42]. Внутренние белки вируса содержат В-клеточные эпитопы, консервативные среди различных вирусов гриппа, а мукозальные IgA обладают более широкой специфичностью по сравнению с сывороточными IgM [52], что также может способствовать контролю гетерологичной инфекции. Исследования эффективности вакцины rHVT-H5 в основном были сосредоточены на гуморальном иммунном ответе, клинической защите и снижении вирусовыделения, однако некоторые из них также рассматривали наличие клеточного иммунитета. Rauw и соавт. [16] продемонстрировали клеточный иммунный ответ посредством продукции ChIFNγ после экс-виво активации лимфоцитов селезёнки у бройлеров в возрасте 3–4 недель, тогда как Kapczynski и соавт. [53] выявили наличие перекрёстно реагирующих цитотоксических лимфоцитов в селезёнке СПФ-цыплят в возрасте 4 недель, вакцинированных вакциной rHVT-H5 в суточном возрасте. На основании данных о формировании как гуморального, так и клеточного иммунного ответа после вакцинации rHVT-H5 у кур, а также более обширных исследований у млекопитающих, посвящённых перекрёстной защите против антигенно различающихся вирусов гриппа, можно предположить, что именно клеточный иммунитет обеспечивает эффективную защиту даже при низких титрах антител к вирусу заражения.

Хотя классические эксперименты типа «вакцинация–заражение» позволяют определить способность вакцины обеспечивать клиническую защиту и количественно оценить вирусовыделение, они не дают полной информации об эффективности вакцины в контроле передачи инфекции. По нашим данным, существует лишь ограниченное число экспериментальных исследований, в которых оценивалась передача инфекции у птиц, вакцинированных штаммом, антигенно отличным от штамма заражения [35, 54–56]. Результаты настоящего исследования показывают, что важно оценивать способность вакцины предотвращать передачу инфекции путём количественной оценки уровня передачи циркулирующих полевых штаммов в вакцинированных популяциях. Таким образом, полученные данные подчёркивают необходимость проведения соответствующих экспериментов по передаче инфекции, позволяющих оценить эффективность вакцин против гриппа птиц в предотвращении передачи, что является одной из ключевых задач вакцинации, особенно в условиях эпидемии. Результаты данного исследования демонстрируют, что вакцина rHVT-H5 способна защищать животных от инфицирования и предотвращать передачу вируса даже при значительной антигенной дистанции между вакцинным и вирусом заражения. Использование данного типа вакцин в профилактике и контроле высокопатогенного гриппа птиц может быть особенно перспективным, поскольку необходимость постоянного обновления вакцинных штаммов, характерная для инактивированных вакцин, может быть снижена или устранена. Помимо выбора эффективной вакцины, крайне важно обеспечить достаточный охват вакцинацией, что позволит сформировать популяционный иммунитет. Это наиболее эффективно достигается при проведении вакцинации в инкубатории в контролируемых условиях, для чего рекомбинантные вакцины на основе герпес вируса индеек являются оптимальным инструментом. Если вакцинация проводится некачественно, это приведёт к формированию недостаточного уровня коллективного иммунитета и, как следствие, к недостаточной защите от инфекции.

Литература

[1] D. H. Lee, K. Bertran, J. H. Kwon, and D. E. Swayne. Эволюция, глобальное распространение и патогенность высокопатогенного вируса гриппа птиц H5Nx клада 2.3.4.4. Journal of Veterinary Science, т. 18, № S1, с. 269–280, 2017.

[2] D. H. Lee, M. K. Torchetti, K. Winker, H. S. Ip, C. S. Song, and D. E. Swayne. Межконтинентальное распространение вируса H5N8 азиатского происхождения в Северную Америку через Берингию мигрирующими птицами. Journal of Virology, т. 89, № 12, с. 6521–6524, 2015.

[3] D. J. Alexander. Обзор активности гриппа птиц в Европе, Азии, Африке и Австралазии, 2002–2006 гг. Avian Diseases, т. 51, № s1, с. 161–166, 2007.

[4] C. Li, Z. Bu, and H. Chen. Вакцины против гриппа птиц H5N1 («птичий грипп»). Trends in Biotechnology, т. 32, № 3, с. 147–156, 2014.

[5] D. E. Swayne. Влияние вакцин и вакцинации на глобальный контроль гриппа птиц. Avian Diseases, т. 56, № 4s1, с. 818–828, 2012.

[6] D. E. Swayne, D. L. Suarez, E. Spackman и соавт. Титр антител обладает прогностической ценностью для защиты вакцинированных птиц при заражении природными вариантами H5N1 с антигенным дрейфом (Индонезия). Journal of Virology, т. 89, № 7, с. 3746–3762, 2015.

[7] J. Rahn, D. Hoffmann, T. C. Harder, and M. Beer. Вакцины против вирусов гриппа A у птиц и свиней: текущее состояние и перспективы развития. Vaccine, т. 33, № 21, с. 2414–2424, 2015.

[8] S. Lemiere, S. Y. Wong, A. L. Saint-Gerand, S. Goutebroze, and F. X. Le Gros. Совместимость векторной вакцины на основе вируса герпеса индеек против инфекционной бурсальной болезни с вакциной против болезни Марека Риспенс у суточных кур-несушек. Avian Diseases, т. 6, № 1, с. e28–e29, 2011.

[9] Y. Ishihara, M. Esaki, S. Saitoh, and A. Yasuda. Комбинация двух векторных вакцин на основе вируса болезни Марека обеспечивает эффективную защиту против болезни Марека, инфекционной бурсальной болезни и болезни Ньюкасла. Avian Diseases, т. 60, № 2, с. 473–479, 2016.

[10] V. Palya, T. Tatar-Kis, T. Mato, B. Felfoldi, E. Kovacs, and Y. Gardin. Начало и длительность иммунитета после однократной вакцинации векторной вакциной ND на основе вируса герпеса индеек у коммерческих несушек. Veterinary Immunology and Immunopathology, т. 158, № 1–2, с. 105–115, 2014.

[11] R. W. Morgan, J. Gelb Jr., C. R. Pope, and P. J. Sondermeijer. Эффективность рекомбинантной вакцины на основе вируса герпеса индеек, содержащей ген F вируса болезни Ньюкасла, у кур: начало защиты и влияние материнских антител. Avian Diseases, т. 37, № 4, с. 1032–1040, 1993.

[12] P. J. A. Sondermeijer, J. A. J. Claessens, P. E. Jenniskens и соавт. Птичий герпесвирус как живой вирусный вектор для экспрессии гетерологичных антигенов. Vaccine, т. 11, № 3, с. 349–358, 1993.

[13] Y. Atsushi, M. Esaki, K. M. Dorsey и соавт. Разработка вакцин против гриппа птиц H5 на основе вектора вируса герпеса индеек. В: Steps Forwards in Diagnosing and Controlling Influenza, InTech, 2016.

[14] H. Gao, H. Cui, X. Cui и соавт. Экспрессия HA вируса H5N1 в локусе US2 вируса герпеса индеек обеспечивает более высокую защиту по сравнению с локусом US10. PLoS One, т. 6, № 7, e22549, 2011.

[15] Y. Li, K. Reddy, S. M. Reid и соавт. Рекомбинантный вирус герпеса индеек как векторная вакцина против высокопатогенного гриппа H7N1 и болезни Марека. Vaccine, т. 29, № 46, с. 8257–8266, 2011.

[16] F. Rauw, V. Palya, Y. Gardin и соавт. Эффективность векторной вакцины rHVT-AI у бройлеров с материнским иммунитетом при заражении двумя антигенно различными штаммами H5N1 (клад 2.2.1). Avian Diseases, т. 56, № 4s1, с. 913–922, 2012.

[17] Y. Gardin, V. Palya, K. M. Dorsey и соавт. Экспериментальные и полевые данные по иммунитету, индуцированному векторной вакциной HVT-H5 против H5N1 и других высокопатогенных вирусов H5. Avian Diseases, т. 60, № 1s, с. 232–237, 2016.

[18] M. Steensels, F. Rauw, T. van den Berg и соавт. Защита, обеспечиваемая рекомбинантной вакциной HVT-H5 против европейского штамма H5N8 (2014). Avian Diseases, т. 60, № 1s, с. 202–209, 2016.

[19] D. R. Kapczynski, M. J. Pantin-Jackwood, E. Spackman и соавт. Гомологичные и гетерологичные вакцины H5 обеспечивают различный уровень защиты кур против вирусов H5N8 и H5N2 (клад 2.3.4.4). Vaccine, т. 35, № 46, с. 6345–6353, 2017.

[20] K. Bertran, C. Balzli, D. H. Lee и соавт. Защита кур линии Белый Легорн при использовании экстренной вакцинации против H5N2 (клад 2.3.4.4). Vaccine, т. 35, № 46, с. 6336–6344, 2017.

[21] M. L. Killian and E. Spackman, «Выделение, культивирование и титрование вируса гриппа птиц в куриных эмбрионах — Вирус гриппа животных», Humana Press, New York, NY, USA, 2014.

[22] M. A. Ramakrishnan, «Определение 50% конечного титра с помощью простой формулы», World Journal of Virology, vol. 5, no. 2, pp. 85-86, 2016.

[23] M. Mueller, S. Renzullo, R. Brooks, N. Ruggli, M. A. Hofmann, «Антигенная характеристика рекомбинантных белков гемагглютинина, полученных из разных подтипов вируса гриппа птиц», PLoS One, vol. 5, no. 2, article e9097, 2010.

[24] M. Ibrahim, A. F. Eladl, H. A. Sultan et al., «Антигенный анализ высокопатогенных вирусов гриппа птиц H5N1, циркулирующих в Египте (2006–2012)», Veterinary Microbiology, vol. 167, no. 3-4, pp. 651–661, 2013.

[25] V. R. Duvvuri, B. Duvvuri, W. R. Cuff, G. E. Wu, and J. Wu. Роль положительного селективного давления в эволюции гемагглютинина H5N1. Genomics, Proteomics & Bioinformatics, т. 7, № 1–2, с. 47–56, 2009.

[26] P. A. Reche, J. P. Glutting, H. Zhang, and E. L. Reinherz. Усовершенствование ресурса RANKPEP для прогнозирования связывания пептидов с молекулами MHC с использованием профилей. Immunogenetics, т. 56, № 6, с. 405–419, 2004.

[27] H. R. Haghighi, L. R. Read, S. M. Haeryfar, S. Behboudi, and S. Sharif. Идентификация двуспецифичного Т-клеточного эпитопа антигена гемагглютинина H5 вируса гриппа птиц у кур. PLoS One, т. 4, № 11, статья e7772, 2009.

[28] A. El Khantour, S. Darkaoui, T. Tatar-Kis и соавт. Иммунитет, индуцированный векторной вакциной против болезни Ньюкасла на основе вируса герпеса индеек, у индеек при заражении недавним полевым штаммом вируса болезни Ньюкасла генотипа IV. Avian Diseases, т. 61, № 3, с. 378–386, 2017.

[29] G. Kayali, A. Kandeil, R. El-Shesheny и соавт. Индуцируют ли коммерческие вакцины против гриппа птиц H5 перекрёстно реагирующие антитела против современных вирусов H5N1 в Египте? Poultry Science, т. 92, № 1, с. 114–118, 2013.

[30] E. Spackman, D. A. Senne, T. J. Myers и соавт. Разработка метода ПЦР с обратной транскрипцией в реальном времени для вируса гриппа A и подтипов гемагглютинина H5 и H7 птичьего гриппа. Journal of Clinical Microbiology, т. 40, № 9, с. 3256–3260, 2002.

[31] G. Cattoli, A. Fusaro, I. Monne и соавт. Доказательства различной эволюционной динамики вирусов A/H5N1 в странах, применяющих и не применяющих вакцинацию птицы против гриппа птиц. Vaccine, т. 29, № 50, с. 9368–9375, 2011.

[32] M. S. Beato, I. Monne, M. Mancin, E. Bertoli, and I. Capua. Пилотное исследование по идентификации подходящих вакцинных штаммов-кандидатов для противодействия заносу вирусов гриппа птиц подтипов H5 и H7 евразийской линии. Avian Pathology, т. 39, № 5, с. 375–382, 2010.

[33] R. A. Fouchier and D. J. Smith. Использование антигенной картографии при выборе вакцинных штаммов. Avian Diseases, т. 54, № s1, с. 220–223, 2010.

[34] D. E. Swayne and D. Kapczynski. Стратегии и трудности индукции иммунитета против вируса гриппа птиц у птиц. Immunological Reviews, т. 225, № 1, с. 314–331, 2008.

[35] F. Rauw, V. Palya, S. Van Borm и соавт. Дополнительные доказательства антигенного дрейфа и защитной эффективности рекомбинантной вакцины HVT-H5 при заражении двумя антигенно различными египетскими штаммами HPAI H5N1 клада 2.2.1. Vaccine, т. 29, № 14, с. 2590–2600, 2011.

[36] M. A. Abbas, E. Spackman, R. Fouchier и соавт. Вакцины против вируса гриппа птиц H7 защищают кур при заражении антигенно различными изолятами. Vaccine, т. 29, № 43, с. 7424–7429, 2011.

[37] D. E. Swayne, M. L. Perdue, J. R. Beck, M. Garcia, and D. L. Suarez. Вакцины защищают кур от высокопатогенного гриппа птиц H5 несмотря на генетические изменения полевых вирусов в течение многих лет. Veterinary Microbiology, т. 74, № 1–2, с. 165–172, 2000.

[38] C. Terregino, A. Toffan, F. Cilloni и соавт. Оценка защиты, индуцированной вакцинами против гриппа птиц, содержащими мексиканский штамм H5N2 LPAI 1994 года, против египетского вируса H5N1 HPAI 2008 года, относящегося к кладу 2.2.1, с использованием серологических и in vivo тестов. Avian Pathology, т. 39, № 3, с. 215–222, 2010.

[39] S. J. Park, Y. J. Si, J. Kim и соавт. Перекрёстная защитная эффективность вакцин против высокопатогенного гриппа птиц H5N1 в отношении недавнего вируса H5N8. Virology, т. 498, с. 36–43, 2016.

[40] I. Sitaras, X. Rousou, D. Kalthoff, M. Beer, B. Peeters, and M. C. de Jong. Роль индуцированного вакцинацией иммунитета и антигенной дистанции в динамике передачи высокопатогенного гриппа птиц H5N1. Journal of The Royal Society Interface, т. 13, № 114, статья 20150976, 2016.

[41] D. L. Suarez and M. J. Pantin-Jackwood. Рекомбинантные вирусные векторные вакцины для контроля гриппа птиц у птицы. Veterinary Microbiology, т. 206, с. 144–151, 2017.

[42] Y. Furuya, J. Chan, M. Regner и соавт. Цитотоксические Т-клетки являются основными участниками перекрёстной защиты, индуцированной γ-облучёнными вирусами гриппа A. Journal of Virology, т. 84, № 9, с. 4212–4221, 2010.

[43] M. L. Hillaire, S. E. van Trierum, J. H. Kreijtz и соавт. Перекрёстная защита против вирусов пандемического гриппа pH1N1 2009, индуцированная сезонным вирусом гриппа A (H3N2), опосредуется вирус-специфическими Т-клетками. Journal of General Virology, т. 92, № 10, с. 2339–2349, 2011.

[44] J. H. Kreijtz, G. de Mutsert, C. A. van Baalen, R. A. Fouchier, A. D. Osterhaus, and G. F. Rimmelzwaan. Перекрёстное распознавание вируса гриппа птиц H5N1 популяциями цитотоксических Т-лимфоцитов человека, направленных против вируса гриппа A человека. Journal of Virology, т. 82, № 11, с. 5161–5166, 2008.

[45] J. H. Kreijtz, R. Bodewes, J. M. van den Brand и соавт. Инфицирование мышей вирусом гриппа человека A/H3N2 индуцирует защитный иммунитет против летального заражения вирусом гриппа A/H5N1. Vaccine, т. 27, № 36, с. 4983–4989, 2009.

[46] V. R. Duvvuri, S. M. Moghadas, H. Guo и соавт. Высококонсервативные перекрёстно реагирующие CD4+ Т-клеточные эпитопы HA сезонных и пандемических вирусов гриппа 2009 года. Influenza and Other Respiratory Viruses, т. 4, № 5, с. 249–258, 2010.

[47] M. Terajima, J. A. Babon, M. D. Co, and F. A. Ennis. Перекрёстно реагирующие эпитопы В- и Т-клеток человека между вирусами гриппа A и B. Virology Journal, т. 10, № 1, с. 244–244, 2013.

[48] S. Pillet, E. Aubin, S. Trepanier и соавт. Четырехвалентная вирусоподобная вакцина против гриппа растительного происхождения индуцирует перекрёстно реагирующий антительный и Т-клеточный ответ у здоровых взрослых. Clinical Immunology, т. 168, с. 72–87, 2016.

[49] K. D. Zens and D. L. Farber, M. Oldstone and R. Compans. CD4 Т-клетки памяти при гриппе // Influenza Pathogenesis and Control — Volume II, т. 386 серии Current Topics in Microbiology and Immunology, с. 399–421, Springer, Cham, 2015.

[50] J. R. Teijaro, D. Turner, Q. Pham, E. J. Wherry, L. Lefrancois, and D. L. Farber. Резидентные CD4 Т-клетки памяти в лёгких обеспечивают оптимальную защиту от респираторной вирусной инфекции. The Journal of Immunology, т. 187, № 11, с. 5510–5514, 2011.

[51] S. H. Seo, M. Peiris, and R. G. Webster. Защитный перекрёстно реагирующий клеточный иммунитет против летального A/Goose/Guangdong/1/96-подобного вируса H5N1 коррелирует с долей лёгочных CD8+ Т-клеток, экспрессирующих гамма-интерферон. Journal of Virology, т. 76, № 10, с. 4886–4890, 2002.

[52] M. B. Mazanec, C. L. Coudret, and D. R. Fletcher. Внутриклеточная нейтрализация вируса гриппа иммуноглобулином A — моноклональными антителами против гемагглютинина. Journal of Virology, т. 69, № 2, с. 1339–1343, 1995.

[53] D. R. Kapczynski, M. Esaki, K. M. Dorsey и соавт. Защита кур от антигенно разнообразных высокопатогенных изолятов H5 с помощью живой векторной вакцины HVT, экспрессирующей ген гемагглютинина вируса гриппа, происходящий от вируса гриппа птиц клада 2.2. Vaccine, т. 33, № 9, с. 1197–1205, 2015.

[54] A. Bouma, I. Claassen, K. Natih и соавт. Оценка параметров передачи вируса гриппа птиц H5N1 у кур. PLoS Pathogens, т. 5, № 1, статья e1000281, 2009.

[55] O. N. Poetri, A. Bouma, S. Murtini и соавт. Инактивированная вакцина H5N2 снижает передачу высокопатогенного вируса гриппа птиц H5N1 у кур. Vaccine, т. 27, № 21, с. 2864–2869, 2009.

[56] J. A. van der Goot, M. van Boven, A. Stegeman, S. G. van de Water, M. C. de Jong, and G. Koch. Передача высокопатогенного вируса гриппа птиц H5N1 у пекинских уток значительно снижается при использовании генетически удалённой вакцины H5N2. Virology, т. 382, № 1, с. 91–97, 2008.

Количество показов: 212
Автор:  Вильмош Палья, Тимеа Татар-Киш, Эдит Валконе Ковач, Иштван Киш, Залан Хомоннаи, Янник Гарден, Криштиан Кертес, Адам Дан
Компания:  СEBA Санте Анималь